HF饮食诱导小鼠肥胖模型构建指南
1. 引言
肥胖作为全球重大公共卫生问题，与2型糖尿病、心血管疾病及部分肿瘤的发生密切相关。高脂饮食（High-Fat Diet, HFD）诱导的小鼠肥胖模型因其操作简便、表型可靠（体重显著增加、体脂堆积、胰岛素抵抗等），成为研究肥胖及相关代谢紊乱机制与干预策略的核心工具。该模型能较好地模拟人类因不良饮食习惯导致的能量代谢失衡状态。
2. 实验动物选择
- 推荐品系： C57BL/6J 小鼠 是最常用且效果公认的品系。该品系对高脂饲料敏感，摄入后易发生显著肥胖、脂肪肝和胰岛素抵抗。
- 起始周龄： 通常选择 4-8 周龄 的年轻成年雄性小鼠（性别选择需与研究目的一致，雄性更常用以避免雌激素周期影响）。体重相近个体分组。
- 饲养环境： 标准SPF级动物房，温度(22±2)℃、湿度(55±10)%、12小时昼夜循环。自由饮水。
- 伦理要求： 所有操作必须遵循实验动物福利伦理规定，获得相关委员会批准。
3. 高脂饲料（HF或HFD）设计
- 能量构成： 脂肪提供总热量的 45% - 60% 是诱导肥胖的常用范围（如60% HFD）。具体比例取决于研究所需的肥胖程度和代谢紊乱水平。
- 脂肪来源： 常用猪油、牛油、椰子油、大豆油、红花油等或其混合物。不同脂肪来源（饱和/不饱和脂肪酸比例）可能影响代谢表型（如炎症程度、胰岛素抵抗程度）。
- 配方原则： 需确保对照组摄入等量的蛋白质和微量营养素（维生素、矿物质）。
- 饲料形态： 制成颗粒料，便于饲喂和管理。
- 储存： 4℃冰箱避光密封保存，防止脂肪酸败。
4. 对照组饲料
- 标准维持饲料： 脂肪供能占比通常在 10% - 15% （如10% HFD或标准啮齿类维持饲料）。
- 匹配原则： 除脂肪含量和类型外，应尽可能与HFD在蛋白质、碳水化合物、纤维素及微量营养素含量上保持一致。
5. 实验流程
- 适应期： 购入小鼠后，在标准饲养条件下饲喂标准维持饲料至少一周，以适应环境。
- 基线检测： 适应期结束，记录初始体重、空腹血糖（必要时测空腹胰岛素），可进行随机分组前的个体匹配。
- 随机分组： 将体重相近的小鼠随机分为两组：
- 高脂饮食组： 饲喂配制的高脂饲料。
- 对照组： 饲喂匹配的低脂标准饲料。
- 饲养周期： 通常持续8-16周。 诱导时间越长，肥胖及相关代谢紊乱表型（如胰岛素抵抗）通常越显著。需根据研究目的确定时长（如研究早期变化或慢性效应）。
- 日常监测：
- 体重： 每周定时称重1-2次，使用精密电子天平。
- 摄食量： 每周测量1-2次 每组总摄食量（每笼饲料消耗量除以笼内小鼠数），计算平均日摄食量。注意减少饲料浪费造成的误差。
- 健康状况： 每日观察小鼠精神状态、活动度、毛色、粪便等。
6. 表型评价指标（实验终点）
- 基础指标：
- 体重、体重增量（终点体重 - 初始体重）。
- 体成分分析： 强烈推荐使用 核磁共振成像（MRI）或双能X线吸收仪（DXA）活体、无创测量全身脂肪质量、瘦肉质量、体脂百分比。这是评估内脏和皮下脂肪堆积的金标准。
- 主要脂肪垫重量：解剖后称量附睾脂肪垫（内脏脂肪代表）、腹股沟脂肪垫（皮下脂肪代表）、肾周脂肪垫等重量（绝对重量及相对体重比值）。
- 代谢指标：
- 口服糖耐量试验： 空腹后（通常6小时），灌胃葡萄糖溶液（如2g/kg体重），检测0、15、30、60、120分钟血糖。评估机体处理葡萄糖负荷的能力。
- 胰岛素耐量试验： 腹腔注射胰岛素（如0.75 U/kg体重），检测0、15、30、60、120分钟血糖。评估外周组织对胰岛素的敏感性。
- 空腹血糖与胰岛素水平： 计算HOMA-IR指数（空腹血糖mmol/L × 空腹胰岛素μU/mL / 22.5）评估胰岛素抵抗程度。
- 血清生化： 检测总胆固醇（TC）、甘油三酯（TG）、高密度脂蛋白胆固醇（HDL-C）、低密度脂蛋白胆固醇（LDL-C）、游离脂肪酸（FFA）等血脂谱。
- 组织学与分子生物学指标：
- 脂肪组织： HE染色观察脂肪细胞大小（肥大）、形态（是否大小不均）；免疫组化/免疫荧光检测巨噬细胞浸润（如F4/80）及炎症因子表达；基因表达分析（如脂质代谢、炎症、脂肪因子相关基因）。
- 肝脏： 称重（肝指数=肝重/体重）；HE染色、油红O染色评估脂肪变性程度；生化法检测肝脏TG含量；基因表达分析（如脂质合成、氧化、输出相关基因）。
- 肌肉： 可评估脂质沉积（油红O染色）、胰岛素信号通路蛋白表达及活性。
7. 成功模型判定标准
- 首要标准： HF组小鼠体重增量和体脂百分比（或主要脂肪垫重量/体重比值）显著高于对照组。
- 核心标准： HF组小鼠表现出葡萄糖稳态受损（OGTT曲线下面积增大，血糖下降延迟）和胰岛素敏感性下降（ITT血糖下降幅度减小，HOMA-IR升高）。
- 伴随特征： 通常伴有血脂谱异常（如TG、TC、LDL-C升高）。肝脏脂肪变性明显（肝重增加、肝脂沉积显著）。
8. 注意事项
- 严格分组与对照： 确保对照组饲料与HFD在除脂肪含量和类型外其他成分匹配。
- 环境一致性： 所有小鼠饲养环境（温度、光照、噪音、垫料更换频率等）需保持一致，避免环境应激干扰实验结果。
- 精确测量： 体重、摄食量、血糖等测量需定时、定人、定方法，减少操作误差。
- 饲料新鲜度： 确保使用新鲜饲料，避免脂肪酸败影响适口性和健康。
- 品系差异： 不同品系小鼠对HFD敏感性差异显著（如DBA/2较C57BL/6J抵抗）。
- 性别差异： 雌性小鼠通常不易发生严重的肥胖和胰岛素抵抗（因雌激素保护作用），选择性别需依据研究目的。
- 肠道菌群影响： HFD显著改变肠道菌群结构（菌群失调），其本身也是肥胖发生的重要中介因素，研究中可考虑此效应。
- 动物福利： 密切监控HF组小鼠健康状况。当小鼠过度肥胖（如严重影响活动能力或出现明显健康问题）或达到实验终点时，应及时进行终点检测或人道处理。
9. 应用与局限性
- 应用： 广泛应用于肥胖发生机制（能量代谢、炎症、肠道菌群、神经内分泌调控等）、脂肪组织生物学、肥胖相关并发症（如NAFLD、T2DM、心血管疾病）病理机制及药物/功能性食品/生活方式干预效果评价研究。
- 局限性： 主要模拟饮食诱导的肥胖（DIO），无法涵盖遗传性肥胖的所有特征；无法完全人类肥胖的复杂社会环境心理因素；小鼠与人类的代谢存在物种差异。
10. 结论
精心设计的高脂饮食（HF/HFD）诱导方案是构建小鼠肥胖及相关代谢紊乱模型的可靠方法。关键在于选择合适的品系（如C57BL/6J）、设定合理的饲料脂肪供能比例（45-60%）、保证足够的诱导时间（8-16周），并采用体成分分析、糖耐量试验和胰岛素耐量试验等核心指标多维度评价模型是否成功建立。严格遵守动物伦理规范和标准化操作流程是获得可靠、可重复研究结果的基础。该模型将继续在肥胖代谢研究领域发挥重要作用。
温馨提示： 实际操作中，请务必查阅并严格遵守所在机构关于动物实验伦理和操作规程的具体要求。
主要参考文献：
- Surwit, R. S., et al. (1988). Diet-induced type II diabetes in C57BL/6J mice. Diabetes, 37(9), 1163–1167. (经典奠基文献)
- Winzell, M. S., & Ahrén, B. (2004). The high-fat diet–fed mouse: a model for studying mechanisms and treatment of impaired glucose tolerance and type 2 diabetes. Diabetes, 53(suppl_3), S215–S219. (详细阐述模型与应用)
- Collins, S., Martin, T. L., Surwit, R. S., & Robidoux, J. (2004). Genetic vulnerability to diet-induced obesity in the C57BL/6J mouse: physiological and molecular characteristics. Physiology & behavior, 81(2), 243–248. (品系敏感性机制探讨)
- Hariri, N., & Thibault, L. (2010). High-fat diet-induced obesity in animal models. Nutrition research reviews, 23(2), 270–299. (模型综述与比较)
希望这份完整指南能为您的科研工作提供清晰、实用的参考框架！