STZ诱导糖尿病ICR小鼠模型

发布时间：2026-04-16 阅读量：13 作者：生物检测中心

STZ诱导糖尿病ICR小鼠模型的建立与评价

摘要：
链脲佐菌素（Streptozotocin, STZ）诱导的糖尿病模型是研究糖尿病及其并发症的重要工具。本文详细介绍了利用STZ在ICR小鼠中建立1型糖尿病模型的标准操作流程，涵盖动物选择、药物配制、造模方法、模型评价及注意事项，为相关研究提供规范参考。

一、 实验动物

  • 品系： ICR小鼠（封闭群，来源明确）
  • 性别与周龄： 通常选用6-8周龄雄性小鼠（雌性可能因雌激素产生干扰）
  • 数量： 根据实验设计确定，建议每组不少于8只
  • 适应性饲养： 标准实验室条件下（温度22±2°C，湿度50±10%，12/12小时光暗循环）适应性饲养至少1周，自由饮水摄食。
  • 饲料： 标准维持饲料。
 

二、 试剂与材料

  • 主要试剂：
    • 链脲佐菌素（STZ）：低温干燥避光保存
    • 柠檬酸钠缓冲液（0.1 M, pH 4.2-4.5）：现用现配
    • 血糖检测试剂盒（葡萄糖氧化酶法）
    • 尿糖试纸
  • 仪器设备：
    • 精密电子天平
    • 精密移液器及无菌枪头
    • 涡旋混合器
    • 离心机
    • 血糖仪及配套试纸
    • 酶标仪（若采用比色法测血糖）
    • 胰岛素检测试剂盒（ELISA法，可选）
    • 注射器（1ml胰岛素注射器）及针头（~27-30G）
    • 小鼠代谢笼（收集尿液，可选）
    • 动物体重秤
 

三、 STZ溶液的配制（关键步骤）

  1. 缓冲液准备： 准确配制0.1 M柠檬酸钠缓冲液（含0.1 M柠檬酸和0.1 M柠檬酸钠），调节pH至4.2-4.5。过滤除菌或高压灭菌后冷却至4°C备用。
  2. 称量STZ： 在冰浴条件下，根据所需浓度和总量，用精密天平快速称取所需量的STZ粉末（注意：STZ有毒性，操作需在通风橱内佩戴手套、口罩及防护眼镜）。
  3. 溶解STZ： 将称量好的STZ粉末迅速加入预冷的柠檬酸钠缓冲液中，轻柔涡旋或摇晃使其完全溶解。溶液需避光并置于冰上。
  4. 浓度： 常用浓度为40-60 mg STZ / kg 体重 / 次（具体浓度需根据预实验确定）。例如，配制浓度为10 mg/ml的溶液，则注射剂量为4-6 ml/kg体重。
  5. 现配现用： STZ溶液极不稳定，需在配制后15-30分钟内完成注射。
 

四、 糖尿病模型诱导（造模）

  1. 禁食： 小鼠在注射STZ前禁食6-12小时（通常过夜禁食），不禁水。禁食有助于提高胰岛β细胞对STZ的敏感性。
  2. 初始体重测量： 记录每只小鼠注射前的体重。
  3. STZ注射：
    • 方法：腹腔注射（i.p.） 为首选途径。
    • 剂量：采用多次小剂量注射法（Multiple Low-Dose Streptozotocin, MLD-STZ） 模拟1型糖尿病发病过程更佳。常用方案：连续5天，每天一次注射40-60 mg STZ / kg 体重。例如：50 mg/kg/天 x 5天。
    • （备选方案：单次大剂量注射法：一次性注射150-200 mg/kg。但此法死亡率较高，胰岛破坏过于急剧，与人类1型糖尿病渐进性发病过程差异较大，较少推荐用于慢性研究。）
    • 操作：使用胰岛素注射器，准确吸取所需体积的STZ溶液，对小鼠进行腹腔注射。注射后观察小鼠状态。
  4. 恢复期： 注射完成后，恢复自由饮食饮水。密切观察小鼠状态（活动、毛色、饮水摄食量）。
 

五、 模型评价与验证

  1. 血糖监测：
    • 首次检测： 通常在最后一次STZ注射后7天进行首次空腹血糖检测（禁食6小时）。
    • 检测方法： 尾尖采血，使用血糖仪或酶标仪（需离心分离血清）测定血糖浓度。
    • 判定标准： 空腹血糖 ≥ 11.1 mmol/L (200 mg/dL) 通常被认为是糖尿病模型成功的标志。
    • 持续监测： 在实验期间（如每周或根据研究目的）定期监测空腹血糖，确认高血糖状态的稳定性。
  2. 体重变化监测： 每周记录体重。糖尿病小鼠常出现体重下降或增长缓慢。
  3. 多饮多食多尿观察： 糖尿病小鼠会出现明显的多饮（Polydipsia）、多食（Polyphagia）和多尿（Polyuria）症状。可通过记录饮水量、摄食量和尿量（使用代谢笼）进行量化。
  4. 尿糖检测（可选）： 使用尿糖试纸检测尿液，阳性结果（+++至++++）可辅助判断高血糖状态。
  5. 血清胰岛素检测（关键验证，可选但推荐）： 在模型稳定后（如最后一次STZ注射后2-3周），取血分离血清，采用酶联免疫吸附试验（ELISA）检测胰岛素水平。成功的1型糖尿病模型应显示胰岛素水平显著降低。
  6. 胰腺组织学检查（金标准，可选）： 实验终点处死小鼠，取胰腺组织进行固定、包埋、切片和染色（如HE染色、胰岛素/胰高血糖素免疫组化）。典型表现为胰岛β细胞数量显著减少，胰岛萎缩或结构破坏。
 

六、 注意事项

  1. STZ毒性： STZ具有肾毒性和肝毒性。操作时务必做好个人防护（手套、口罩、防护眼镜、实验服），在通风橱内配制溶液。废液和动物尸体按有毒有害废弃物处理。
  2. 稳定性： STZ溶液必须现配现用，避光冰浴。缓冲液pH至关重要（偏酸性环境维持其活性）。
  3. 动物福利： STZ注射后小鼠可能出现短暂不适（如活动减少、竖毛）。密切观察，保证充足饮水和易获取的饲料。对于血糖极高（>25 mmol/L）或状态极差的小鼠，应考虑人道终点，提前处死。符合实验动物伦理要求。
  4. 禁食： 注射前禁食是提高模型成功率的关键步骤之一。
  5. 个体差异： 即使同一批次的ICR小鼠，对STZ的敏感性也存在个体差异。需要足够样本量，并依据血糖数据进行严格筛选。
  6. 模型稳定性： MLD-STZ诱导的糖尿病状态通常是稳定的（持续数周至数月），但仍需定期监测血糖。单次大剂量模型后期可能出现自发缓解。
  7. 对照设置： 必须设置相应的溶剂对照组（注射等体积的柠檬酸钠缓冲液），以排除溶剂和操作本身的影响。
  8. 环境控制： 保持饲养环境稳定，避免应激。
 

七、 讨论

STZ诱导的ICR小鼠糖尿病模型是研究1型糖尿病发病机制、病理生理变化、急性并发症（如酮症酸中毒）及药物筛选的常用模型。其优点在于操作相对简便、成本较低、模型表型（高血糖、低胰岛素、体重减轻、“三多一少”症状）明确，且与人类1型糖尿病有相似之处（胰岛β细胞选择性破坏）。

局限性：

  • STZ本身具有一定肾毒性，可能影响糖尿病肾病研究的解读。
  • 模型主要通过化学损伤快速破坏β细胞，与人类自身免疫性1型糖尿病的发病过程不完全相同（尽管MLD-STZ可诱发一定程度的免疫反应）。
  • ICR作为封闭群，个体间差异大于近交系，可能导致模型成功率或表型程度存在波动。
 

成功关键点： 严格控制STZ溶液的配制（pH、温度、现配现用）、注射前禁食、采用MLD-STZ方案、及时准确地监测血糖和筛选模型动物。

八、 结论

通过规范化的操作流程（特别是STZ溶液的准确配制与注射、严格的禁食要求、采用MLD-STZ方案）和基于空腹血糖、体重变化及胰岛素水平的综合判定，可以在ICR小鼠中成功建立稳定的STZ诱导的1型糖尿病模型。该模型是糖尿病基础与转化研究的重要工具。研究过程中需严格遵守实验动物伦理规范。

重要提示：

  • 所有动物实验操作必须获得所在机构实验动物管理和使用委员会（IACUC）或伦理委员会的批准。
  • 研究者应根据具体研究目的（如研究急性效应还是慢性并发症），对造模方案（STZ剂量、注射次数、观察时长）进行优化和预实验验证。
  • 本文为通用方案，具体参数（如最佳STZ剂量）可能因动物来源、饲养环境、试剂批次等因素略有差异。
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